"
Team:Warsaw/Calendar-Stage1/12 July 2010
From 2010.igem.org
(Difference between revisions)
(New page: <html> <script type="text/javascript"> ActiveTab='WetLab'; </script> </html> {{TemplateTop}} {{UpperTabs}} {{LowerTabsTeam}} <html> <!-- do not edit above me! --> <div class="note">blabl...) |
|||
| Line 11: | Line 11: | ||
<!-- do not edit above me! --> | <!-- do not edit above me! --> | ||
| - | <div class="note"> | + | Monday, 12 June 2010 |
| - | <br>1. A | + | <div class="note">Cloning GFP+terminator behind Anderson's RBSes </div> |
| + | <br> | ||
| + | <br>1. Dokończenie minilizy z soboty 10.07: 2.1, 3.1, 4.1, 5.1, 6.1 | ||
| + | |||
| + | <div class="note">Cloning Connumity RBSes+GFP+terminator behind 23100 </div> | ||
| + | <br>2. Trawimy part 12.1 J23100 z promotorem [Bcu (Spe) + Pst], gel out | ||
| + | <br>3. Trawimy party z RBSami nie zawierającymi promotorów (RBS+GFP) 7.2 G, 8.1 E, 9.1 A, 11.1 P, 10.1 F [Xbal + Pst] | ||
| + | <br>Elektroforeza, żel-out, ligacja z partem 12.1 J23100 po gel-oucie i transformacja mieszaniny ligacyjnej. | ||
| + | <br>4. Trawimy 2.1, 3.1, 4.1, 5.1, 6.1 (RBS Andersona + GFP) [Eco +Pst] w celu sprawdzenia poprawności konstruktów. Elektroforeza. <br>Wszystkie klony są poprawne ( potrzebne zdjęcie żelu!) | ||
| + | |||
| + | |||
| + | Elektroforeza – zdjęcie (opis zdjęć wg kolejności naniesionych próbek): | ||
| + | 1-szy żel: 2.1, 3.1, 4.1, 5.1, 6.1 | ||
| + | 2-gi żel: 7.2, 8.1, 9.1, 10.1 | ||
| + | 3-ci żel: 11.1, 12.1 | ||
| + | |||
| + | 5. Trawimy part 3.1 – Anderson z bricków (wektor ekspresyjny, zawierający najsilniejszy RBS), która posiada RFP [Spe/Pst] | ||
| + | |||
| + | 6. Trawienie białek fluorescencyjnych [Xba/ Pst], klonujemy pod wektor ekspresyjny. Białka fluorescencyjne: | ||
| + | - GFP E240 | ||
| + | - CFP E0420 | ||
| + | - YFP E0430 | ||
| + | - mOrange E2050* / klonujemy bez RBS-u | ||
| + | - mCherry J67102*/ klonujemy bez RBS-u | ||
| + | - mCherry NLS J130012 | ||
| + | * może zawierac internal RBS. Sprawdzic – podklonowac pod promotor. | ||
| + | |||
| + | Gel – out tych bricków, ligacja z wektorem ekspresyjnym i transformacja | ||
| + | |||
| + | Warunki trawienia: | ||
| + | 8 μl DNA | ||
| + | 2 μl buforu | ||
| + | 10 μl H2O | ||
| + | 0,3 μl enzymów | ||
| + | 20 μl reakcji | ||
| + | |||
| + | |||
| + | |||
| + | |||
<br> | <br> | ||
<img src="https://static.igem.org/mediawiki/igem.org/d/de/12_07_communityRBS_Xba_Pst.JPG"/> | <img src="https://static.igem.org/mediawiki/igem.org/d/de/12_07_communityRBS_Xba_Pst.JPG"/> | ||
Revision as of 15:37, 13 July 2010
Monday, 12 June 2010
1. Dokończenie minilizy z soboty 10.07: 2.1, 3.1, 4.1, 5.1, 6.1
2. Trawimy part 12.1 J23100 z promotorem [Bcu (Spe) + Pst], gel out
3. Trawimy party z RBSami nie zawierającymi promotorów (RBS+GFP) 7.2 G, 8.1 E, 9.1 A, 11.1 P, 10.1 F [Xbal + Pst]
Elektroforeza, żel-out, ligacja z partem 12.1 J23100 po gel-oucie i transformacja mieszaniny ligacyjnej.
4. Trawimy 2.1, 3.1, 4.1, 5.1, 6.1 (RBS Andersona + GFP) [Eco +Pst] w celu sprawdzenia poprawności konstruktów. Elektroforeza.
Wszystkie klony są poprawne ( potrzebne zdjęcie żelu!) Elektroforeza – zdjęcie (opis zdjęć wg kolejności naniesionych próbek): 1-szy żel: 2.1, 3.1, 4.1, 5.1, 6.1 2-gi żel: 7.2, 8.1, 9.1, 10.1 3-ci żel: 11.1, 12.1 5. Trawimy part 3.1 – Anderson z bricków (wektor ekspresyjny, zawierający najsilniejszy RBS), która posiada RFP [Spe/Pst] 6. Trawienie białek fluorescencyjnych [Xba/ Pst], klonujemy pod wektor ekspresyjny. Białka fluorescencyjne: - GFP E240 - CFP E0420 - YFP E0430 - mOrange E2050* / klonujemy bez RBS-u - mCherry J67102*/ klonujemy bez RBS-u - mCherry NLS J130012 * może zawierac internal RBS. Sprawdzic – podklonowac pod promotor. Gel – out tych bricków, ligacja z wektorem ekspresyjnym i transformacja Warunki trawienia: 8 μl DNA 2 μl buforu 10 μl H2O 0,3 μl enzymów 20 μl reakcji
Cloning GFP+terminator behind Anderson's RBSes
1. Dokończenie minilizy z soboty 10.07: 2.1, 3.1, 4.1, 5.1, 6.1
Cloning Connumity RBSes+GFP+terminator behind 23100
2. Trawimy part 12.1 J23100 z promotorem [Bcu (Spe) + Pst], gel out
3. Trawimy party z RBSami nie zawierającymi promotorów (RBS+GFP) 7.2 G, 8.1 E, 9.1 A, 11.1 P, 10.1 F [Xbal + Pst]
Elektroforeza, żel-out, ligacja z partem 12.1 J23100 po gel-oucie i transformacja mieszaniny ligacyjnej.
4. Trawimy 2.1, 3.1, 4.1, 5.1, 6.1 (RBS Andersona + GFP) [Eco +Pst] w celu sprawdzenia poprawności konstruktów. Elektroforeza.
Wszystkie klony są poprawne ( potrzebne zdjęcie żelu!) Elektroforeza – zdjęcie (opis zdjęć wg kolejności naniesionych próbek): 1-szy żel: 2.1, 3.1, 4.1, 5.1, 6.1 2-gi żel: 7.2, 8.1, 9.1, 10.1 3-ci żel: 11.1, 12.1 5. Trawimy part 3.1 – Anderson z bricków (wektor ekspresyjny, zawierający najsilniejszy RBS), która posiada RFP [Spe/Pst] 6. Trawienie białek fluorescencyjnych [Xba/ Pst], klonujemy pod wektor ekspresyjny. Białka fluorescencyjne: - GFP E240 - CFP E0420 - YFP E0430 - mOrange E2050* / klonujemy bez RBS-u - mCherry J67102*/ klonujemy bez RBS-u - mCherry NLS J130012 * może zawierac internal RBS. Sprawdzic – podklonowac pod promotor. Gel – out tych bricków, ligacja z wektorem ekspresyjnym i transformacja Warunki trawienia: 8 μl DNA 2 μl buforu 10 μl H2O 0,3 μl enzymów 20 μl reakcji
blablabla temat2
